可注射的壳聚糖/聚氨酯导电水凝胶支架,用于神经修复和运动感应

2021-01-15 21:38:01 水凝胶

【背景介绍】

导电水凝胶和支架在应变传感和组织工程中具有巨大潜力。先前,国立台湾大学Shan-hui Hsu团队设计了具有注射能力,应变/运动感应能力和神经再生能力的导电自修复水凝胶和可恢复形状的支架。相关论文An Injectable, Electroconductive Hydrogel/Scaffold for Neural Repair and Motion Sensing发表在《Chemistry of Materials》上。在生理条件下,由N-羧乙基壳聚糖(CEC),壳聚糖改性的聚吡咯(DCP)纳米颗粒(〜40 nm)和独特的醛封端的双官能聚氨酯(DFPU)交联剂合成并制备了水凝胶和支架的交联网络。CEC通过静电相互作用与DCP混合,然后通过动态席夫碱反应与DFPU交联。通过流变学检查,席夫碱赋予水凝胶自愈性能。通过冻干水凝胶获得形状可恢复的支架。

这些水凝胶和支架显示出可注射性和电导率(3–6 mS/cm),而支架在重复变形后也显示出高吸水率和持久的弹性。水凝胶和支架促进了神经干细胞(NSCs)的附着,增殖和分化。所述支架在体外和离体具有优异的应变/运动感测特性,以及在体内具有生物降解性和生物相容性。此外,在斑马鱼脑损伤模型中,通过恢复运动功能(分别达到〜53和〜80%的功能恢复)可以证明导电水凝胶或充满细胞的导电水凝胶的神经再生能力。这些水凝胶和支架是神经修复和运动感应的潜在候选者。

3.1 CEC主链,DCP纳米颗粒和DFPU交联剂的合成与表征

按照图1A所示的合成路线合成具有良好生物相容性的导电DCP纳米粒子。CEC溶液和DFPU溶液的ζ电位分别为-41.20±2.4和-43.18±1.0 mV,表明CEC和DFPU在水性介质中均具有良好的稳定性。DCP悬浮液的ζ电位为+20.98±0.8 mV,表明DCP纳米颗粒可能会聚集。DCP和DFPU的平均流体动力学直径分别为137.52±19.7和36.67±2.5 nm。同时,在25°C下混合CEC,DCP和DFPU导致形成导电的自修复水凝胶,可将其在-20°C冷冻并冷冻干燥后制成可注射的支架,如图1B所示。

图1.导电前体的合成以及导电水凝胶和支架的制备。

DCP纳米颗粒在图2A中显示出平均直径为38 nm的球形结构。CEC和DFPU的TEM图像显示在图S2中。与CEC混合后,球形DCP纳米颗粒沿着CEC链附着,如图2B所示。添加DFPU交联剂形成水凝胶后,DCP和CEC的这种形态没有明显改变(图2C)。使用SAXS分析水凝胶的纳米结构。如图2D所示,单独的三种成分以及胶凝前后混合物的SAXS轮廓显示出非常清晰的形状因数和不太明显的结构因数。此外,DFPU的形状因子和结构因子均随交联时间的增加而降低(图2E),这表明DFPU的球形结构在通过Schiff联结与CEC和DCP交联后可能会变形。

图2.用TEM和SAXS对CDD水凝胶的DCP和交联体系进行表征。

3.2 CDD自愈水凝胶和支架的特性和优化

如上所述,通过在25°C下混合CEC,DCP和DFPU制备导电CDD自修复水凝胶。为了获得均质的水凝胶,必须先将水溶性CEC与DCP混合,然后再通过Schiff碱反应与DFPU交联。在凝胶化过程中,通过测量相对于凝胶化时间的SAXS曲线评估的结构演变如图2E所示。SAXS图谱揭示了凝胶化过程中CDD水凝胶的内部结构变化和席夫碱动态交联。随着时间的推移,曲线的最大强度(在q〜0.01Å-1处)首先增加,然后稳定在一个固定值,而形状因子逐渐消失。基于结构的演变,图2F展示了CDD水凝胶的可能的胶凝机理。在具有8mm直径的中心孔的盘状CDD水凝胶上检查了水凝胶在室温下的宏观自愈性能。凝胶中的中心腔在0.5小时后即完全愈合(即快速愈合),如图3A所示。

图3. CDD自修复水凝胶的特征。

CDD水凝胶的应变依赖性粘弹性如图3B所示。当动态应变从1到1000%变化时,G'值降低,并且在330%应变时发生了凝胶到溶胶的转变。如图3C所示,通过动态应变条件在1到350%之间的连续阶跃变化来评估损伤-愈合周期。当施加约350%的大应变时,水凝胶的G'值从约250Pa降低至约90Pa,并且同时低于损耗模量(G″)。CDD自愈水凝胶在重复循环后可以完全恢复结构。CDD水凝胶的静态稳态剪切粘度显示在图3D中,表明该水凝胶具有剪切稀化特性和良好的可注射性。如图3E所示,可以轻松地通过34号针头(内径80μm)注入这种水凝胶。

CDD支架的宏观形状恢复能力如图4A所示。图4B中CDD支架的SEM图像显示平均孔径为〜90μm,孔壁厚度约为10μm。CDD支架的3D共聚焦图像如图4C所示。此外,CDD支架的三角形切片(4 mm×3 mm×1 mm)可通过常规的20号针头(内径603μm)挤出并立即恢复到 推出后的原始形状,如图4D所示。

图4. CDD形状可恢复支架的特征。

3.3 CDD支架的机械耐久性和应变传感功能

测量了湿润条件下水合圆柱状CDD支架的静态力学性能,并总结在图5中。在每种压缩应变(10%,20%,40%和60%)下,连续评估了10次静态压缩应力和应变曲线,如图5A所示。所述曲线是具有滞后性的可重复的闭环,与CDD支架的形状恢复能力一致。随着压缩应变的增加,在60%的压缩应变下,闭合压缩循环的不规则形状与从支架中挤出的水有关(图5B)。

图5.在施加5 V电压下,CDD支架的静态压缩行为和应变感应功能。

导电且耐用的CDD支架用于应变传感时,对不同模式的变形(例如压缩,扭曲和弯曲)表现出出色的敏感性。通过加载不同的重量引起压缩变形(图5C)。支架在压缩前后保持导电性,并在去除负载后数秒内完全恢复其原始形状。电导率的变化与负载增加的关系如图5D所示。扭转应变时的电导率变化显示在图5E中。将CDD支架的一端固定到所需的扭转角。当CDD支架的扭曲角度达到360°和720°时,电导率分别从原始的3.89 mS/cm升高到4.81和5.92 mS/cm。弯曲应变也被施加到CDD支架上。在不同的V角(180至0°)弯曲时,电导率的变化如图5F所示。CDD支架的弯曲导致电导率增加。

3.4 NSC的存活,附着,增殖和分化

嵌入CDD水凝胶后,NSC的生存力通过图6A–E中的VB-48染色法得到证实。在培养基(对照),CEC,DCP,DFPU和CDD水凝胶组中,健康细胞的数量分别为94.8%,84.3、80.0、90.0和93.2%。在这些组中,未发现嵌入细胞的活力有显着差异。同时,图6F,G显示了通过CCK-8分析评估的长达14天的长期细胞增殖。标记蛋白基因的表达,包括巢蛋白,GFAP,β-微管蛋白和MAP2,在图6H中显示,其中表达相对于GAPDH基因进行了标准化,然后以相对比例表达。

图6. CDD水凝胶和支架中神经干细胞(NSC)的存活,增殖和分化。

3.5 大鼠皮下植入CDD的生物相容性

大鼠皮下植入模型用于评估体内CDD支架的生物相容性。将尺寸为1cm×1cm×1mm的每个CDD支架插入成年大鼠的皮下部位。H&E染色的移出样品的组织学示于图7A,B。植入后第14天对植入的CDD支架进行的组织学检查显示,随着材料降解,白细胞以高密度浸润(图7C)。在对照支架周围未观察到浸润的细胞。观察纤维囊的厚度,并通过光学显微镜定量。CDD支架显示出约70.8μm厚度的纤维囊(图7E)。

图7.大鼠皮下植入后,CDD支架的生物相容性和轻度异物反应。

3.6. 成年斑马鱼脑损伤模型中的功能抢救。

使用中枢神经系统(CNS)受损的成年斑马鱼模型来评估CDD水凝胶的神经再生能力(图8A)。受伤的斑马鱼的存活率如图8B所示。在大脑中接受NSC负载的CDD水凝胶的斑马鱼在6天后的存活率约为80%。相比之下,对照组中只有30%的斑马鱼受伤后6天存活,而仅接受CDD水凝胶(无细胞)的那些在6天之后存活了约40%。运动(游泳)的恢复在图8C中示出。

图8.中枢神经系统(CNS)损伤和各种治疗后,成年斑马鱼的功能恢复。

3.7对人类和斑马鱼的运动

研究了CDD支架在人类和斑马鱼运动监测的实际应用中的传感能力。图9显示了一段时间内不同动作的电导率变化信号,包括重复的手指弯曲,腕部脉搏和斑马鱼尾巴摆动。

图9. CDD支架在实时运动检测中的应用。

参考文献: doi.org/10.1021/acs.chemmater.0c02906

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